Translate / Traduire

mercredi 2 juillet 2014

Cyprinus carpio (Carpe)





Cultured aquatic species fact sheets
Cyprinus carpio (Linnaeus, 1758)


  1. Identification
                                a.            Caractéristiques biologiques
  1. Profil
                                a.            Contexte historique
                                b.            Principaux pays producteurs
                                c.            Habitat et biologie
  1. Production
                                a.            Cycle de production
                                b.            Systèmes de production
                                c.            Maladies et mesures de contrôle
  1. Statistiques
                                a.            Statistiques de production
                                b.            Marché et commercialisation
  1. Situation et tendances
  2. Problèmes et contraintes majeurs
                                a.            Pratiques pour une aquaculture responsable
  1. Références
                                a.            Liens utiles






Identification

Cyprinus carpio Linnaeus, 1758 [Cyprinidae]

FAO Names: En - Common carp, Fr - Carpe commune, Es – Carpa
Caractéristiques biologiques
Corps allongé et trapu. Lèvres épaisses. Deux paires de barbillons à l’angle de la bouche, les plus courts sur la lèvre supérieure. La longueur de la base de la nageoire dorsale avec 17-22 rayons. Base de la nageoire dorsale longue avec 17-22 rayons ramifiés et solides, épine dentée en avant; nageoire dorsale de forme concave antérieurement. Nageoires anales avec 6-7 rayons mous; bord postérieur de la 3ième épine des nageoires dorsale et anale avec des spinules. Ligne latérale avec 32 à 38 écailles. Dents pharyngiennes 5:5, dents avec couronnes aplaties. Couleur variable, les carpes sauvages sont brunes à vertes sur le dos et les côtés supérieurs, nuances jaunes or au niveau du ventre. Les nageoires sont sombres, ventre avec une nuance rouge. La carpe dorée est reproduite pour un but ornemental.
Profil

Contexte historique
La carpe était considérée comme un met luxueux durant la moitié et la fin de la période Romaine, et, au moyen âge, elle était consommée durant le jeun. Le poisson était gardé dans des étangs de stockage (’piscinae’) par les Romains, et plus tard dans des étangs construits par les monastères chrétiens. Chez les européens la carpe était élevée en monoculture. Les grands individus étaient sélectionnés comme des géniteurs. Depuis, le 12ième jusqu’à la moitié du 14ième siècle AD, une sélection involontaire a eu lieu constituant la première étape vers la domestication. La reproduction semi contrôlée en étangs naturels et l’élevage larvaire de carpe ont commencé au 19ième siècle en Europe. Les cyprinidés étaient élevés en chine pour plus de 2 000 ans, où ils étaient gardés dans des étangs qui n’étaient jamais vidés. Les étangs étaient approvisionnés régulièrement avec des juvéniles originaires des rivières et l’élevage se faisait selon les techniques d’élevage en polyculture basées sur la nourriture naturelle. Des races semi domestiquées ont été développées dans ce système. De nos jours, les carpes domestiquées sont produites dans la plupart des zones d’élevage de carpe. Il y a environ 30-35 souches de carpes communes domestiquées en Europe. Plusieurs souches sont maintenues en Chine. Il y a quelques souches de carpe Indonésienne, qui n’ont pas encore été examinées et identifiées scientifiquement.
Principaux pays producteurs


Principaux pays producteurs de Cyprinus carpio (Statistiques des Pêches FAO, 2006)

Habitat et biologie
La carpe commune sauvage (généralement référée comme carpe dans cette fiche technique) vit au milieu et à l’aval des cours d’eau, dans des zones inondées, et des eaux superficielles confinées, comme les lacs, bras morts de lacs, eaux de réservoirs. La carpe est principalement un poisson qui vit dans le fond mais cherche sa nourriture dans les couches intermédiaires et supérieures de la colonne d’eau. En Europe, les étangs typiques de carpes sont peu profonds, eutrophiques avec un fond vaseux et une végétation aquatique très dense au niveau des digues. Le spectre écologique de la carpe est grand. La meilleure croissance est obtenue quand la température de l’eau oscille entre 23 et 30 °C. Le poisson peut survivre aux périodes froides de l’hiver. Une salinité jusqu’à environ 5‰ est tolérée. La gamme de pH optimal est entre 6,5 et 9,0. Cette espèce peut survivre à des faibles concentrations d’oxygène (0,3-0,5 mg/litre) aussi bien qu’à une sursaturation. Les carpes sont omnivores, avec une prédominance carnivore (insectes d’eau, larves d’insectes, vers, mollusques, et zooplanctons). Elle est aussi planctophage: elle consomme les tiges et les graines de plantes aquatiques et terrestres, les plantes aquatiques décomposées etc. L’élevage de carpes en étangs est basé sur la capacité de l’espèce d’accepter et d’utiliser les céréales fournies par les éleveurs. La croissance journalière de la carpe peut être de 2 à 4 pour cent de son poids. Les carpes peuvent atteindre 0,6 à 1,0 kg durant une saison d’élevage en polycultures dans des étangs dans les zones subtropicales/tropicales. La croissance est beaucoup plus lente dans les zones tempérées: dans ce cas le poisson atteint un poids de1 à 2 kg après 2 à 4 saisons d’élevage. En Europe, la carpe femelle a besoin d’environ 11 000 à 12 000 degré-jours pour atteindre la maturité. Les mâles arrivent à maturité dans une période plus courte de 25-35 pour cent. La période de maturité des souches de carpes asiatiques est légèrement plus courte. La ponte de la carpe européenne commence quand la température est aux environs de 17-18 °C. Les souches asiatiques commencent leur ponte quand l’ion dans l’eau diminue brusquement au début de la saison pluviale. Les carpes sauvages sont des reproducteurs séquentiels partiels. Les carpes domestiquées libèrent tous les ovocytes matures en quelques heures. Après un traitement hormonal les carpes émettent leurs ovocytes matures en un temps beaucoup plus court, ce qui rend possible la lacération. La quantité des ovocytes émis est de 100 à 230 g/kg du poids du corps poids du corps. L’ovocyte devient adhésif en rentrant en contact avec l’eau.

Le développement embryonnaire des carpes dure environ 3 jours à 20-23 °C (60-70 degré-jours). Sous des conditions naturelles, les jeunes juvéniles s’attachent au substrat. Environ trois jours après l’éclosion la partie postérieure de la vessie natatoire se développe, la larve nage horizontalement, et commence à se nourrir avec des particules d’une taille maximale de 150-180 µm (principalement des rotifères).
Production

Cycle de production

Cycle de production de Cyprinus carpio

Systèmes de production

Approvisionnement en juvéniles
Ponte sur niche, algues aquatiques et prairies inondées dans des bassins et étangs

Les carpes peuvent pondre au cours de toute l’année dans les zones tropicales d’Inde, avec des pics en janvier-mars et juin-août. La reproduction est réalisée dans les hapas, les bassins en béton ou petits étangs. Les plantes aquatiques submergées sont utilisées comme des substrats pour l’étalement des œufs. Quand les juvéniles sont de 4 à 5 jours, ils sont stockés dans les étangs de nurserie.
La ‘méthode soudanaise’ est utilisée pour la ponte des carpes en Indonésie. Les géniteurs sont maintenus dans des étangs pour géniteurs, séparés par sexe. Les géniteurs matures sont transférés à des étangs de ponte de 25-30 m². Les ‘Kakabans’ (nichets fabriqués à partir de fibre des espèces de Arenga) sont installés dans les étangs. Le poisson étale ses œufs sur les deux côtés de kakabans. Quand la ponte est terminée, les nichets sont transférés aux étangs d’éclosion/nurserie.
Les petits étangs sont utilisés pour la ponte de carpes en Chine. L’algue aquatique (Ceratophyllum, Myrophyllum) où les feuilles de palmiers flottantes sont utilisées comme un substrat pour la ponte.
En Europe, les petits étangs 'Dubits ponds' (120-300 m² superficie) étaient, dans le passé, utilisés pour la ponte, ainsi que pour une période courte dans la nurserie pour des juvéniles de carpes. Récemment, des étangs avec une aire allant de quelques centaines de m² jusqu’à 10-30 ha sont aussi utilisés. Deux à quatre semaines après la ponte, les juvéniles peuvent soit être récoltés de ce grand étang, ou peuvent y rester jusqu’à atteindre la taille fingerling.

Production de juvéniles en écloserie

C’est la méthode la plus efficace et faible de la production de juvéniles. Les géniteurs sont gardés dans de l’eau saturée avec de l’oxygène, dans une température variant entre 20 et 24 °C. Ils sont traités par deux doses d’injections de la glande pituitaires, ou par un mélange antagoniste de GnRH/dopamine, pour induire l’ovulation et la spérmiation. Les ovules sont fécondés (en appliquant la ‘méthode à sec’) et l’adhésivité de l’œuf est éliminée par un traitement sel/urée, suivi par un bain d’acide tannique (la ‘méthode de Woynarovich’). L’incubation est réalisée dans des récipients nommés ‘Zoug jars’. Les juvéniles obtenus sont gardés dans des bacs coniques pour 1 à 3 jours, quand ils arrivent au stade de nage ou quand ils commencent à s’alimenter ils sont normalement mis dans des étangs spécialement, préparés. Environ, 300 000 à 800 000 de juvéniles qui viennent d’éclore peuvent provenir d’une seule femelle.
Nurserie
Grossissement de la carpe commune dans des étangs et bassins

Les étangs vidangeable peu profonds sans algues aquatiques de 0,5 à 1,0 sont les plus convenables pour le grossissement de carpes. Les étangs de nurserie doivent être préparés avant le stockage pour encourager le développement des populations rotifères, puisque ils constituent la première nourriture pour les juvéniles. La densité de stockage est de 100-400 juvéniles/m². Les étangs doivent être ensemencés avec Moina ou Daphnia après avoir stockés les étangs. Des aliments supplémentaires comme du soja, céréales, viande, ou un mélange de ces matières, doit être apporté. Des fibres de riz ou des éclats de riz peuvent aussi être utilisés comme nourriture pour les juvéniles. La durée de la période de nurserie est de 3 à 4 semaines. Le poids final du poisson est de 0,2-0,5 g et le taux de survie est de 40-70 pour cent.
Si il y a plusieurs prédateurs dans la zone où l’étang sera installé (insectes, serpents, grenouilles, oiseaux, poissons sauvages), le bassin de nurserie de carpes peut être utilisé. Les bassins d’une superficie de 5-100 m², construits en béton, briques ou plastique, peuvent être utilisés comme nurserie pour des juvéniles jusqu’à 1-2 cm. En mettant du foin et du fumier, des populations denses de Paramecium et rotifères peuvent se développer dans ces bassins contenant quelques centaines de juvéniles par m². Les systèmes de type industriel, tels que les raceway, ou les systèmes de re-circulation sont aussi convenables pour la nurserie.

Production de fingerlings

La production des fingerlings de carpes prend place normalement dans des étangs semi intensifs, basés sur fumier/engrais qui génèrent de la nourriture naturelle et une alimentation supplémentaire. La production des fingerlings peut être réalisée dans un système à un seul stade (stockage de juvéniles et récolte de fingerlings), un système à double stades (stockage de juvéniles de nurserie et récolte de fingerlings), ou un système multicycle (quand les nouveaux juvéniles sont stockés, et les poissons sont rendus moins denses plusieurs fois).
Le stockage avec des juvéniles de nurserie est la méthode la plus efficace pour produire des fingerlings de taille grande et moyenne. Dépendant de la taille finale demandée de fingerlings, 50 000-200 000 juvéniles/ha peuvent être stockés dans des zones tempérées, préférablement dans des systèmes de polyculture où la proportion de carpe commune est de 20-50 pour cent, la densité de stockage de juvéniles de nurserie est 50 000-70 000/ha, du quel la proportion de la carpe commune est de 20 pour cent. Des taux de survie de 40-50 pour cent sont achevés. Des fingerlings de petite taille peuvent être produits dans des étangs stockés avec 40 000 petits (15 mm) juvéniles. Dans ce cas le taux de survie est de 25-30 pour cent. Des applications fréquentes de fumier sont nécessaires pour maintenir les populations de plancton. L’alimentation est basée principalement sur les produits agricoles dans les zones subtropicales, sur des céréales et/ou granulés dans des zones tempérées.
Techniques de grossissement
Production de carpes de deux étés

Dans les zones tempérées, un poisson d’un seul été (20-100 g) doit atteindre 250-400 g dans la deuxième année. La densité de stockage est de 4 000-6 000/ha, ou d’environ 3 000 carpes chinoises/hasi les poissons ne sont nourris qu’avec des céréales. La densité peut être plus élevée (jusqu’à 20 000/ha) si en plus des céréales on donne des granulés. La ration journalière est de 3-5 pour cent (du poids du corps) approximativement.

Production de poissons de taille commerciale

La carpe commune peut être cultivée dans des systèmes de production extensifs avec une nourriture naturelle ou en monoculture avec un apport supplémentaire de nourriture, dans des étangs d’eau stagnante. Les productions intensives en monoculture basées sur l’aliment artificiel peuvent être entreprises dans des cages, réservoirs d’irrigation, étangs d’eau courante et bassins, ou dans des systèmes de re-circulation. La carpe commune est alors en culture avec la carpe chinoise, et/ou la carpe indienne, la tilapia, le mulet, etc., dans un système de polyculture, avec une nourriture naturelle et un apport supplémentaire, de nourriture. Dans ce système, le poisson a des comportements alimentaires différents et occupe les différentes niches trophiques qui existent dans le même étang. Le nombre de poissons doit être en accordance avec la productivité naturelle des organismes servant de nourriture. L’utilisation fréquente de fumier ou d’engrais et la ration en espèces appropriée, permet la maintenance de la productivité des organismes d’alimentation, ainsi que l’utilisation maximale possible de la productivité de l’écosystème de l’étang. Les effets synergiques entre les espèces de poissons renforcent la production dans les étangs à polyculture. La culture de carpes peut être intégrée avec l’élevage d’animaux et/ou la production de plantes. L’intégration peut être directe (animaux au dessus des étangs de poissons), indirecte (déchets d’animaux sont utilisés dans les étangs comme le fumier), parallèle (riz avec poisson). Le cycle séquentiel de poisson/animal/légume/riz (dans 7 à 9 cycles par an) est convenable pour réduire les décharges environnementales de l’aquaculture/agriculture intensive. La carpe commune s’enfuie dans le fond de l’étang, et a une assez grande tolérance face aux conditions environnementale et des comportements alimentaires omnivores, c’est une espèce clé dans les systèmes de culture intégrés. La carpe commune peut aussi être élevée dans des eaux naturelles, réservoirs et zones temporairement inondées, pour utiliser la production de nourriture naturelle de ces eaux et pour améliorer les captures de pêches. Dans ce cas le poisson doit être au stade fingerlings d’une taille de 13-15 cm, produits dans des fermes aquacoles (pêche basée sur l’aquaculture) afin d’éviter les pertes qui peuvent survenir avec les petits poissons. La carpe commune est normalement mise avec d’autres espèces de cyprinidés, en accordance avec la productivité des eaux et l’intensité d’exploitation.
Apport de nourriture
L’utilisation de nourriture naturelle a été mentionnée dans d’autres sections de cette fiche technique. Elle est parfois supplémentée avec de l’aliment formulé dans la ferme ou un aliment commercial.
Techniques de récolte
Les étangs non vidangeables, ou vidangeables avec un long canal de récolte, ou étangs avec une fosse interne ou externe sont utilisés pour l’élevage de carpes. Les poissons sont normalement récoltés par une seine. La longueur du filet doit être 1,5 fois la largeur de l’étang, sans dépasser 120-150 m de long.
Dans les étangs non vidangeables, la récolte sélective peut être faite. Le poids maximum de carpe qui peut passer à travers les différentes mailles du filet sont: taille de maille 20 mm = 40 g; 30 mm =100 g; 35 mm =170 g; 40 mm = 270 g; 50 mm = 400 g.
Comme, la carpe garde la zone d’élevage sans vases où elle cherche normalement sa nourritures, l’alimentation doit alors être fait pendant toute la période d’élevage dans la zone de récolte. Au moment de la récolte l’eau doit être vidée doucement (entre 1-3 jours pour un étang de 1 ha, et entre 8-14 jours pour un étang de 30-60 ha).
Les poissons se groupent dans la partie la plus profonde de l’étang, sauf si ils sont effrayés par une diminution brusque du niveau d’eau, ou par des bruits. Comme les carpes ont tendance à nager vers l’arrivée de l’eau, une petite quantité d’eau est coulée dans l’étang à côté du point de drainage pour concentrer les poissons, spécialement si la température de l’eau est élevée. Quand un grand nombre de poissons est concentré dans la fosse de récolte l’aération doit être fournie. L’aspersion de l’eau à la surface est normalement insuffisante. La récole partielle (sans tenir en compte si l’étang est vidangeable ou pas) augmente la production totale des étangs en améliorant les conditions de la population restante.
Manipulation et traitement
Si la récolte est faite dans l’eau chaude, les poissons sont pré-conditionnés par un stress répétitif avant la pêche au filet. Les poissons récoltés peuvent être transférés vivants dans des bacs aérés pour 3-5 heures, si le rapport poisson/eau ne dépasse pas 1:2. La densité des poissons dans les bacs de transport et la durée de transport dépend de la taille du poisson, de la température et de l’aération.
Si, durant la récolte, le poisson a été séduit par l’aliment, le temps du transport doit être très court, puisque la demande en oxygène de poissons rassasiés est élevée.
La majorité des carpes est transférée vivante aux marchés, et elles sont vendues soit vivantes soit fraîchement emballées. Des essais, à grande échelle, de désossement de carpes en France ont été réalisés avec succès, sans compter 15 nouveaux produits préparés de la carpe, représentant différents niveaux de transformation.
Coûts de production
Le profit moyen de la production de carpes dans certaines fermes aquacoles Hongroises était de 326 EUR/ha (des ventes de 1 652 EUR/ha) entre 1999-2001, selon une enquête réalisée par l’institut de Recherche des Pêches, d’Aquaculture et d’Irrigation. En Inde le gain net provenant de la polyculture, dans laquelle la carpe commune représente 25 pour cent du total des poissons élevés, était de 710 USD/ha (à partir des ventes 1 229 USD) en 1990 (Sinha, 1990). Le gain dans les petites fermes à Bangladesh était de 510-1 580 USD/ha (à partir des ventes de 1 540-2 610 USD/ha) à partir des étangs de polyculture non vidangeables, dans lesquels les carpes représentaient le 20 pour cent (Gupta et al., 1999).
Maladies et mesures de contrôle
Dans certains cas, des antibiotiques et d'autres produits pharmaceutiques ont été utilisés pour les traitements mais leur inclusion dans cette table n'implique pas une recommandation FAO.
MALADIE
AGENT
TYPE
SYNDROME
MESURES
Saprolegniose
Saprolegnia spp.
champignon
Colonies blanches de champignons sur la surface de la peau, zones avec lésions ou ulcères & sur la surface de l’oeuf
Une seule dose ou répétée de vert de malachite
Branchyomycose; pourriture de branchies
Branchiomyces sanguinis
champignon
Coloration des branchies de type mosaïque; hémorragies & zones anémiques; mortalité en masse; infection secondaire de Saprolegnia
Traitement de l’étang avec de la chaux vive; traitement répété avec du sulfate de cuivre
Hérythrodermatite de carpe; maladie d'ulcères
Aeromonas salmonicida achromogenes
Bactérie
Petits nodules sphériques sur les nageoires; hémorragies; ulcères avec bords ébréchés; écailles saillantes; exophtalmie; abdomen bombé; hémorragies sur les branchies; fluide rosâtre dans la cavité du corps; infection secondaire de Saprolegnia
Appliquer la
technique extensive;
éviter le stress; appliquer des
antibiotiques dans l’aliment ou comme injection;
vaccination
Maladie du guppy (flexy columnaris)
Flexibacter columnaris
Bactérie
Apparition en dessus de 15 ºC; taches grisâtres-blanches entourées de zones avec une nuance rouge sur la tête, branchies, peau & nageoires; membranes abîmées entre les rayons des nageoires
Traitement avec chloride benzalkonium, sulfate de cuivre ou antibiotiques (furazolidone, néomycine, oxytetracycline, terramycine); aliment contenant du sulphamerazine & oxytetracycline
Maladie bactérienne de branchies
Flavobacterium branciophyla
Bactérie
Zones blanches sur la surface du corps &/ ou sur les branchies, nécrose des zones infectées
Traitement avec du sel ou antibiotiques; amélioration de l’environnement de l’étang
Mycobactériose
Mycobacterium spp.
Bactérie
Emaciation, poisson rabougri; arrêt d’alimentation; décoloration grise claire de la surface du corps, parfois ouvertures d’ulcères
Pas de traitement disponible, destruction des populations infectées
Virémie printanière de carpe
Rhabdovirus carpio
Virus
Eruption au dessus de 12 ºC; nage erratique; léthargie ultérieure; entérite; oedème; exophtalmie; branchies pales; hémorragies dans la peau
Elimination de vecteurs, tels que, comme parasites sucent du sang; pas de transfert de poissons infectés
Variole de
la carpe
Virus type Herpès
Virus
Taches lisses, opaque, grisâtres-blanches de 1-2 mm diamètre sur la surface de la peau; plus tard, le corps en est couvert; perte de calcium; corps mou; queue peut être tournée vers la tête; apparition au dessus de 14 ºC
Eviter l’introduction
de poissons
infectés
Herpès virus de la carpe koï (KHV)
Virus type herpès
Virus
Maladie a lieu entre 17-25 ºC sur la carpe commune & carpe koi; léthargie; nage incontrôlée, erratique; nécrose focalisée de branchies; augmentation de sécrétion de mucus; hémorragies sur les branchies & foie; inflammation des reins; mortalité en masse
Ne pas mettre de carpes dans les zones pendant 3 mois; vaccination
Costiose
Ichthyobodo spp.
Protozoaire ectoparasite
Regroupement à l’arrivée d’eau; léthargie; brillance; nage erratique; poisson maigre; un film bleu-gris sur la peau & branchies
Bains de sel, formol ou vert de malachite; oxychlorure de cuivre dans les étangs
Coccidiose
Eimeria spp.
Protozoaire endoparasite
Poisson s’étale sur le fond de l’étang; yeux creux; débilitation; poisson maigre; tête large; oedème des membranes de l’abdomen & paroi de l’intestin; paroi de l’intestin foncé; gonflement du mucus de l’intestin; mucus jaunâtre répandu
Désinfection & vidange d’étangs; Furazolidone dans l’aliment
Ichtyophtiriose Maladie des taches blanches
Ichthyophthirius multifiliis
Protozoaire ectoparasite
Frottement; brillance; augmentation du taux de battement des nageoires; endommagement des branchies; taches blanches sur les nageoires, peau, branchies & yeux
Bains de vert de Malachite
Chilodonellose
Chilodonella spp.
Protozoaire ectoparasite
Poisson à la surface; nage erratique, tremblante, branchies pâles, film de mucus gris sur la peau, nécrose de cellules épithéliales, ulcères
Bains de Sel, formole ou vert de malachite; oxychlorure de cuivre dans l’étang
Trichodinose
Trichodina spp.
Protozoaire ectoparasite
poisson à la surface; taches blanches sur la surface de la peau, excès de mucus sur les branchies; nageoires en miettes; branchies pâles couvertes de mucus & débris de cellules
Bains de Sel, formol ou vert de malachite; oxychlorure de cuivre dans l’étang
Myxobolose
Myyxobolus spp.
Myxozoaire endoparasite
Oedème; perte des écailles; exophtalmie; cistes blancs ou jaunes & hémorragies sur les branchies; nodules blancs sur les branchies (koi); nécroses du muscle
Fumagilin dans l’aliment
Dactylogyrus
Dactylogyrus spp.
Monogenean ectoparasite
Poisson nage vers l’entrée d’eau; prolifération de branchies épidémiques; vers visibles sur les branchies avec une faible (40-60) multiplication
Bains de sel, ammoniaque, organophosphate, Neguvon, ou du praziquantel; vidange d’étangs
Gyrodactylus
Gyrodactylus spp.
Monogenean ectoparasite
Nage de poisson agitée; peau grisâtre; branchies pâles; nageoires blanches & en lambeaux
Bains de sel, ammoniaque, organophosphate, Neguvon, ou praziquantel; mettre les étangs à sec
Diplostomose
Diplostomum spp.
Endoparasite trématode
Nage incontrôlée; peau sombre; petites hémorragies sur l’abdomen; perte de poids; développement de cataractes dans les yeux; hémorragies dans les yeux; inflammation des yeux; exophtalmie
Bains de Praziquantel; éradication d’hôtes, comme escargot & oiseaux
Phosthodi-
plostomose
Phosthodi-
plostomum

spp.
Endoparasite trématode
Larves encapsulées évoquent l’accumulation de mélamine; développement de cistes noirs de 0,6-1,0 mm; déformation de la colonne vertébrale peut se produire chez les juvéniles
Bains d’Organophosphate (Masoten, Dipterex, Sumithion) ou praziquantel; éradication d’escargots & hérons
Sanguinicoliasis
Sanguinicola spp.
Endoparasite trématode
Léthargie; nage avec des mouvements en spirale arrêt d’alimentation; poisson à la surface de l’eau; parfois exophtalmie; inflammation de branchies
Bains de Praziquantel; éradication d’escargots avec du sulfate de cuivre quand il n’y a pas de poissons; séchage d’étangs par le soleil
Ligulose
Ligula intestinalis
Endoparasite cestode
Corps ballonné; nage avec difficulté; arrêt d’alimentation; perte de poids; gonflement de la première partie de l’abdomen; écoulement dans la cavité du corps; ver solitaire ténia visible dans le poisson
Expulser les oiseaux; Bains de praziquantel
Bothriocéphalose
Bothriocephalus acheilognathi
Endoparasite cestode
Mouvement lent; nage à la surface; émaciation; élargissement de l’abdomen; inflammation de l’appareil digestif; hémorragies & ulcères dans l’intestin
Du salicylanalid chloré dans l’aliment; bains de praziquantel; garder les étangs vides secs en hiver; désinfecter les fonds d’étangs avec de la chaux vive; éliminer les copépodes
Khawiose; Infestation par ver solitaire
Khawia sinensis
Endoparasite cestode
Mouvement lent; perte d’appétit; croissance lente; anémie de la peau & branchies; hémorragies & ulcères sur l’intestin; ver peut apparaître de l’anus
Bains au Devermin; éliminer tubifex (hôte) par la désinfection d’étang
infestation par Nématode
Contracaecum spp.
Endoparasite nématode
Emaciation; exophtalmie; perte de sang dans la cavité du corps; vers rond dans le cœur & cavité du corps
Pas de traitement
Phylometrosis; nématode
infestation
Phylometra spp.
Endoparasite nématode
Perte d’équilibre; poisson flottant tête en bas; arrêt d’alimentation; nodules rouges sur la peau & sous les écailles
Eliminer les copépodes; injections de Nilverm ou Ditrazin dans la cavité du corps
infestation par sangsue de poisson
Piscicolidae
Endoparasite annélide
Nage hyperactive à l’arrivée de l’eau; perte de poids; ulcères
Bains de sel ou de Dipterex (avec ou sans permanganate de potassium)
Ergasilus
Ergasilus spp.
Ectoparasite arthropode
Perte de poids; développent lent; mortalité; petites taches blanches sur les branchies; hyperplasie des branchies; nécrose des tissues branchiaux; perte de lamelles; réduction de la circulation; infections secondaire
Bains de Chlorfos ou organophosphate; séchage d’étangs par le soleil
Lernéose
Lernaea spp.
Ectoparasite arthropode
léthargie; arrêt d’alimentation; vers collés visibles à la surface du corps & branchies
Bains de sel, potassium de permanganate ou organophosphate
Argulose
Argulus spp.
Ectoparasite arthropode
Parasites visibles sur la surface du corps; nage anormale; léthargie; arrêt d’alimentation; production excessive de mucus; petites hémorragies; érosion des nageoires; anémie; ulcères; infections secondaires
Bains de sel, potassium de permanganate ou organophosphate


Fournisseurs d’expertise en pathologie

L’expertise peut être obtenue des sources suivantes:

  • Europe
    • CEFAS Weymouth Laboratory, UK
      • Dr. Peter Dixon send an email
      • Dr. Keith Way send an email
    • Central Veterinarian Institute, Fish and Bee Disease Department, Hungary
      • Dr. Gyorgy Csaba send an email
      • Dr. Maria Lang send an email
    • Fish & Shellfish Diseases Laboratory, The Netherlands
      • Dr. Olga L.M. Haenen send an email
    • National Reference Laboratory for Fish Diseases, Germany
      • Dr. Sven Bergmann send an email


  • USA
    • UC Davis, California
      • Prof. Ronald Hedrick send an email
Statistiques

Statistiques de production




Production globale d’aquaculture de Cyprinus carpio
(FAO Fishery Statistic)
enlarge graphsee results as a table
La production de la carpe commune d’élevage représentait, presque les 14 pour cent de la production globale de l’aquaculture d’eau douce en 2002 (3 202 561 tonnes). La production de la carpe commune a augmenté d’un taux global moyen de 9,5 pour cent/an entre 1985 (681 319 tonnes) et 2002. Durant la décade passée (1993-2002) elle s’est élevée pour atteindre 10,4 pour cent/an. Cette augmentation est supérieure à celle de la carpe herbivore (10,1 pour cent/an), la carpe argentée (8,8 pour cent/an), et la production de carpe à grosse tête (7,2 pour cent/an), mais elle est inférieure à celle de la tilapia (11,8 pour cent/an) durant la même décade. En 2002, les principales régions de production de la carpe commune étaient l’Asie (presque 93 pour cent) et l’Europe (91,5 pour cent et 4,5 pour cent). En Europe, la production de carpe commune était de 144 602 tonnes en 2002. Ceci représente une réduction de production de plus de 402 000 tonnes en 1990, causée par les changements en Europe de l’Est. Cependant la production semble avoir graduellement augmenté entre 1993 et 2002. Elle était de 125 274 tonnes en 1997.

Selon les données de la FAO, l’unité de prix global moyen de carpe commune d’élevage a diminué de 1,43 USD/kg (1993) à 0,92 USD/kg (2002). Cependant, ceci peut être principalement dû à la chute de la valeur de RMB yuan durant cette période en chine, où il y a une grande partie de la production (p. e. 70 pour cent en 2002).
Marché et commercialisation
Les données statistiques indiquent que la production de carpe commune peut avoir atteint sa limite. Cependant, la carpe commune restera une espèce importante dans les zones où elle est produite traditionnellement. La majorité des carpes sont consommées localement. Après plusieurs essais de transformation de carpe commune réalisés en Europe, il s’est révélé que le poisson frais ou fraîchement emballé est le plus demandé sur le marché. La transformation augmente les prix et les rendent moins compétitifs, faisant en sorte que la demande des produits de carpes traités ne peut pas être très grande.

Classiquement, environ 24 000 tonnes de produits frais/désossés réfrigérés ou congelés de carpes (toute espèces) sont commercialisés (importés ou exportés) en Europe annuellement. Les principaux exportateurs sont l’Autriche, la République Tchèque, la Croatie, et la Lituanie. Les principaux importateurs en 2002 étaient l’Autriche, l’Allemagne, la Hongrie et la Pologne. Dans le reste du monde, incluant la principale région productrice (Asie), la commercialisation internationale des espèces de carpes est assez limitée (39 000 tonnes/an en 2002).

La production de ‘bio carpe’ existe dans certaines régions. Le label de qualité et la focalisation sur le fait que les carpes sont produites dans des systèmes extensifs et semi intensifs qui ne sont pas nuisibles à l’environnement, peuvent encourager certains groupes de consommateurs à consommer la carpe commune.

Un changement de l’objectif principal de la production de la carpe peut avoir lieu en Europe. Premièrement, le marché demande des poissons essentiellement pour la consommation. Récemment, une quantité significative de carpes produites en aquaculture est gardée dans des eaux naturelles et réservoirs pour la pêche à la ligne. Depuis que les pêcheurs à la ligne préfèrent des poissons actifs sur leurs hameçons aux carpes domestiquées, ils ont besoin de carpes sauvages ou hybrides obtenues des souches de carpes domestiquées et sauvages. Les carpes sauvages doivent aussi être re-stockées dans des eaux naturelles, où la réhabilitation de la faune naturelle est réalisée.
Situation et tendances

Depuis que cette espèce a une importance exceptionnelle dans l’aquaculture d’eau douce, plusieurs aspects de sa physiologie, nutrition, génétique, et maladies ont été étudiés durant la dernière décade. Le rôle de la carpe commune dans les écosystèmes a été examiné, et les techniques de reproduction et d’élevage valables dans différentes conditions climatiques ont été aussi développées.

Les tâches pour le futur incluent:
  • Technique d’élevage: introduction/adaptation des techniques qui sont optimales pour différentes conditions climatiques, environnementales et socio-économiques, et la pratique des systèmes de biculture et polyculture présentant des impacts négligeables dans les régions de production traditionnelles de la carpe.
  • Rotation d’aquaculture et de l’agriculture: l’utilisation des terres suivant un système de rotation pour l’agriculture/systèmes aquacoles de carpes peut aider à éliminer les différents impacts sur l’environnement provenant d’une agriculture intensive dans plusieurs régions. Ce système peut aussi être utilisé pour la désalinisation du sol.
  • Génétique: les travaux de recherche orientés vers la génétique ont besoin de continuer pour le développement de systèmes de reproduction fiables. en se basant sur les travaux de recherche en génétique des associations de reproduction doivent être établies crées pour maintenir les races (souches) dans différentes régions géographiques et climatiques, et pour éviter la consanguinité. Le réseau International sur la Génétique en Aquaculture (RIGA) par le biais du Centre Mondiale de Pêche, (autre fois ICLARM) aide à réaliser ces tâches mentionnées ci-dessus dans les régions du Sud d’Asie et l’Est de l’Europe. Il y a une possibilité d’améliorer la résistance aux maladies chez la carpe en développant des souches et des hybrides résistants.
  • Maladies et contrôle: les différents changements dans l’environnement naturel, l’augmentation de l’intensité de production de carpes dans plusieurs zones, le transport extensif inter régional de la carpe commune et autres cyprinidés, et l’interdiction de l’utilisations de plusieurs médicaments internationaux (fongicides, antibiotiques et insecticides) appelle à l’intensification de la recherche sur les maladies chez la carpe. Un nouveau domaine de recherche prometteur est le développement des immuno-stimulants, pour augmenter la résistance naturelle des poissons. Le développement des vaccins semble être la solution la plus prometteuse pour éviter l’utilisation des antibiotiques. Le développement et l’utilisation des vaccins à grande échelle contre les maladies virales présente une importance majeure pour contrôler les maladies virales traditionnelles, telles que la virémie printanière de la carpe, la variole de la carpe et la nécrose virale des branchies. L’introduction à grande échelle de vaccins contre 'KHV' (qui est actuellement un virus appelé Néphrite de Carpe et Virus de Nécrose de Branchies «Carp Nephritis and Gill Necrosis Virus, CNGNV» est aussi très important dans les zones infectées ou à risques. Le développement d’outils de diagnostics rapides pour déterminer les infections bactériennes et virales est aussi nécessaire. Une vigilance envers les maladies parasitaires doit être maintenue. Des travaux de recherche pour mieux comprendre les facteurs de pré-conditionnement environnemental et technologique, qui rend le poisson moins résistant et les pathogènes plus virulents, doivent être aussi continués.
Problèmes et contraintes majeurs
L’effet de l’élevage extensif sur l’environnement est négligeable ou même positif, puisque la carpe aide à maintenir les conditions de fond aérobics. L’effet des systèmes d’élevage semi intensif de carpe en polyculture dépend de l’intensité de production, et de la qualité de l’eau des étangs. L’accumulation de la vase et de la matière organique peut être très élevée dans les systèmes intégrés. Cependant, l’utilisation de la rotation de terre entre la production de poisson-canard et alfa alfa et riz est le moyen le moins polluant pour mener l’aquaculture et l’agriculture. L’effet des systèmes aquacoles intensifs (industriels) sur l’environnement dépend de l’efficacité de la gestion des effluents.

L’occupation des eaux avec de la carpe en grandes densités et l’introduction des carpes non indigènes peuvent avoir des impacts négatifs. La population des algues aquatiques peut être détruite quand il y a une grande turbidité et des plantes déracinées. En réduisant les aires de ponte disponibles pour les espèces phytophages, la carpe commune peut diminuer la biodiversité naturelle des eaux.
Pratiques pour une aquaculture responsable
Il y a plusieurs types bien élaborés de production, rendant, relativement facile, de choisir des méthodes de production qui sont en accord avec l’Article 9 du Code de Conduite pour une Pêche Responsable de la FAO. La technique la plus largement utilisée, à savoir des systèmes de production de carpe extensifs utilisant de la nourriture supplémentaire ou semi intensifs, est considérée comme un moyen de production de protéines animales sans impacts significatifs sur l’environnement. Une aquaculture responsable (Article 9.4., Code et Conduite) peut avoir lieu en appliquant un processus strict de licences, dans lequel les principaux principes de la protection de l’environnement et de l’écologie sont pris en compte.

La création des associations de reproduction de carpes qui maintiennent et reproduisent des souches pures de carpe commune par des reproducteurs certifiés dans les écloseries de poissons autorisées, un contrôle fréquent de qualité sur les essais de progéniture standardisés, et l’encouragement des fermes à utiliser des souches pures, aide à maintenir les populations de carpe dans différentes régions, incluant les populations sauvages de carpes des eaux naturelles. Ce système a été élaboré et appliqué par l’association hongroise des producteurs de poissons.

Le contrôle de la santé du poisson est une affaire des vétérinaires et des institutions gouvernementales locales et il aide à augmenter la sécurité des productions en réduisant les effets des maladies des poisons d’élevage sur les populations naturelles, et à minimiser l’utilisation des produits chimiques, médicaments et antibiotiques.
L’introduction du contrôle de qualité, basé sur le label/traçabilité des produits, et la prévision de support pour le développement de produits organiques peut augmenter l’application des techniques à faible impact environnemental, et assurer la fourniture de poissons de bonne qualité.
Références

Bibliographie
ADB/NACA. 1998. Aquaculture Sustainability and the Environment. Report on a Regional Study and Workshop on Aquaculture Sustainability and the Environment. Asian Development Bank and Network of Aquaculture Centres in Asia-Pacific, Bangkok, Thailand. 491 pp.
Alabaster, J.S. & Lloyd, R. 1982. Water Quality Criteria for Freshwater Fish. Second edition. Butterworth Scientific, London, England. 359 pp.
Alikhuni, K.H. 1966. Synopsis of biological data of common carp Cyprinus carpio (Linnaeus), 1758 (Asia and Far East). FAO Fisheries Synopsis No.31.1. FAO, Rome, Italy. 77 pp.
Bakos, J. & Gorda, S. 2001. Genetic resources of common carp at the Fish Culture Research Institute Szarvas, Hungary. FAO Fisheries Technical Paper No. 417. FAO, Rome, Italy. 106 pp. online version
Balon, E.K. 1995. Origin and domestication of the wild carp, Cyprinus carpio: from Roman gourmets to the swimming flowers. Aquaculture, 129:3-48.
Balon, E.K. 2004. About the oldest domesticates among fishes, and an epigenetic dichotomy in fish ontogenies and culture. In Proceedings of Nature and Culture: Comparative Biology and Interactions of Wild and Farmed Fish, 19-23 July 2004, London, England. The Fisheries Society of the British Isles, in association with the European Aquaculture Society. [in preparation]
Berinkey, L. 1966. Halak-Pisces. Fauna Hungariae 79. Akademiai Kiado, Budapest, Hungary. 136 pp.
Biro, P. 1995. Management of pond ecosystems and trophic webs. Aquaculture, 129:373-386.
Boyd, C.E. 1990. Water Quality in Ponds for Aquaculture. Birmingham Publishing Co. Birmingham, Alabama, USA. 482 pp.
Chen, L. 1990. Aquaculture in Taiwan. Fishing News Books, Blackwell Scientific Publications Ltd, UK. 273 pp.
De Silva, S. 2003. Carps. In: J.S. Lucas & P.C. Southgate (eds.), Aquaculture: farming aquatic animals and plants, pp. 276-294. Blackwell Publishing, Oxford, England.
EIFAC. 2001. Report of the Ad Hoc EIFAC/EC Working Party on Market Perspectives for European Freshwater Aquaculture, Brussels, Belgium, 14-16 May 2001. EIFAC Occasional Paper. No. 35. FAO, Rome, Italy. 136 pp. online version
FAO, 1995. Code of Conduct for Responsible Fisheries. FAO/UN, Rome, Italy. 41 pp. online version
Gupta, M.V., Mazid, M.A., Islam, M.S., Rahman, M. & Hussain, M.G. 1999. Integration of Aquaculture into the farming Systems of the Floodprone Ecosystems of Bangladesh: An Evaluation of Adoption and Impact. ICLARM Technical Report 56. 32 pp.
Hepher, B. 1978. Ecological aspects of warm water fishpond management. In: S.D. Gerging (ed.), Ecology of freshwater fish production. Blackwell Science Publishers, Oxford, England. pp. 447-468.
Hepher, B. & Pruginin, Y. 1981. Commercial Fish Farming. A Wiley-Interscience Publication, John Wiley & Sons, New York, USA. 261 pp.
Hoole, D., Bucke, D., Burgess, P. & Wellby, I. 2001. Diseases of Carp and other Cyprinid Fishes. Fishing News Books, Blackwell Science Ltd, UK. 264 pp.
Horvath, L. 1985. Egg development (oogenesis) in the common carp (Cyprinus carpio L.). In: J. Muir & R.J. Roberts (eds.), Recent advances in aquaculture. Volume 2. Croom Helm, London & Sidney, Westview Press, Boulder, Colorado. pp. 31-77.
Horvath, L. 1986. Carp oogenesis and the environment. In: R. Billard & J. Marcel (eds.), Aquaculture of Cyprinids, 2-6 September 1985, Evry, France. INRA, Paris, France. pp. 109-117.
Horvath, L., Tamas, G. & Seagrave, C. 1992. Carp and Pond Fish Culture. Fishing News Books, Blackwell Scientific Publications Ltd., UK, 154 pp.
Hulata, G. 1995. A review of genetic improvement of the common carp (Cyprinus carpio L.) and other cyprinids by crossbreeding, hybridization and selection. Aquaculture, 129:143-155.
Jeney, Zs. & Jeney, G. 1995. Recent achievements in studies on diseases of common carp (Cyprinus carpio L.). Aquaculture, 129:397-420.
Jhingran, V.G. 1982. Fish and Fisheries of India. Hindustan Publishing Corporation, Delhi, India. 665 pp.
Jhingran, V.G. & Pullin, R.S.V. 1985. A Hatchery Manual for the Common, Chinese and Indian Major Carps. ICLARM Studies and Reviews 11, ADB/ICLARM, Manila, Philippines. 191 pp.
Kestemont, P. 1995. Different systems of carp production and their impacts on the environment. Aquaculture, 129:347-372.
Kirpichnikov, V.S. 1999. Genetics and Breeding of Common Carp. Institute National De La Recherche Agronomique, CEDEX, Paris, France. 98 pp.
Komen, J.1990. Clones of common carp, Cyprinus carpio. Agriculturasl Univeristy of Wageningen, Netherlands. 169 pp.
Koblickaja, A.F. 1966. Opredelitel molodi rub delti Volgi. Izd. Nauka, Moscow, Russia. 167 pp. (in Russian)
Linhart, O., Shigeharu, K., Billard, R., Slechta, V. & Mikodina, E. 1995. Morphology, composition and fertilization of carp eggs: a review. Aquaculture, 129:75-93.
Little, D. & Muir, J. 1987. A Guide to Integrated Warm Water Aquaculture. Institute of Aquaculture, University of Stirling, Scotland. 230 pp.
Molnar, K. & Szakolczai, J. 1980. Halbetegsegek. Mezogazdasagi Kiado, Budapest, Hungary. 254 pp. (in Hungarian) [Fish diseases]
Pillay, T.V.R. 1990. Aquaculture Principles and Practices. Fishing News Books, Blackwell Scientific Publications Ltd, UK. 575 pp.
Peteri, A., Nandi, S. & Chowdury, N.S. 1992. Manual on seed production of carps. BGD/87/045/92/24 FAO Field Document. 59 pp. FAO, Rome, Italy.
Peteri, A. & Ruttkay, A. 1983. A takarmany mennyisegenek hatasa a ponty petefeszek-testsuly aranyanak es ikraproduciojanak alakulasara. Halaszat, 29:167-169. (in Hungarian) [Effect of feeding on the GSI and egg production of common carp]
Peterfy, M. 2001. Vakasztekbovites irdalassal, pacolassal, panirozassal keszitett pontytermekekkel. Halaszat, 94(4):143-146. (in Hungarian) [Different processing methods for increasing the variety of carp products]
Pinter, K. 1989. Magyarorszag halai. Akademia Kiado, Budapest, Hungary. 202 pp. (in Hungarian) [Fish species in Hungary]
Ruttkay, A. 1972. A pontyfelek zsirtartalmarol. Halaszat, 18:116-117. (in Hungarian) [The fat content of some Cyprinids]
Ruttkay, A. 1977. Nepesites, takarmanyozas, hozam. Halaszat, 23:16-24. (in Hungarian) [Stocking, feeding, production]
Ruttkay, A. 1978. Ivadek-utoneveles polikulturaban. Halaszat, 24:16-17. (in Hungarian) [Rearing of two summer old fish in polycultural systems]
Ruttkay, A. & Moravcsik, K. 1979. A polikultura es a zooplancton. Halaszat, 25:18-21. (in Hungarian) [The zooplankton in the polycultural ponds]
Ruttkay, A. 1987. Eros Pal togazdasagi koncepciojanak kritikai elemzese. Halaszat, 33:77-82. (in Hungarian) [Critics of the conception of Eros Pal on pond fish farming]
Ruttkay, A. 1988. Hogyan takarmanyozzuk a pontyot Magyarorszagon. Halaszat, 34:50-56. (in Hungarian) [The method of fish feeding in Hungary]
Ruttkay, A. 1990. A halak novekedese es taplalek-hasznositasa (I-III.). Halaszat, 36:46-49. 121-123. 149-152. (in Hungarian) [The growth and feed utilization of fish]
Ruttkay, A. 2000. Fish feeding research in Hungary-1895-1995. In I. Csengeri, A. Szito, Zs. Gy. Papp, & A. Tacon (eds.), Fish and Crustacean Nutrition Methodology and Research for Semi-intensive Pond-based Farming Systems. Fisheries Development Vol.23. Fish Culture Research Institute, Szarvas, Hungary. pp. 21-41.
Sarig, S. 1966. Synopsis of biological data of common carp Cyprinus carpio (Linnaeus), 1758 (Near East and Europe). FAO Fisheries Synopsis No.31.2. FAO, Rome, Italy.
Shirgur, G.A., Shingare, P.E. & Vipradas, K.C. 1988. On Optimum Rearing of Common carp (Cyprinus carpio) Fry into Fingerlings. In: V.R.P. Sinha & H.C. Srivastava (eds.), Proceedings of the Symposium on Aquaculture Productivity, 16-17 December 1988, New Delhi, India. Oxford & IBH Publishing Co. PVT.LTD, New Delhi, Bombay, Calcutta. pp. 413-428.
Sifa, L. 1986. Reservoir fish culture in China. In: R. Billard, & J. Marcel (eds.) Aquaculture of Cyprinids, 2-6 September 1985, Evry, France. INRA, Paris, France. pp. 347-356.
Sinha, M. 1990. Polyculture of Indian and Exotic Carps-A Techno-economic Appraisal. In: V.V. Sugunan, and U. Bhaumik (eds.), Technologies for Inland Fisheries Development. Central Inland Capture Fisheries Research Institute, Barrackpore, India. pp. 47-59.
Sinha, V.R.P. 1986. Integrated carp farming in Asian countries. In: R. Billard & J. Marcel (eds.), Aquaculture of Cyprinids, 2-6 September 1985, Evry, France. INRA, Paris, France. pp. 377-390.
Suzuki, R. 1979. The Culture of Common Carp in Japan. In: T.V.R. Pillay & Wm. A. Dill (eds.), Advances in Aquaculture, FAO Technical Conference on Aquaculture, 26 May-2 June 1976, Kyoto, Japan. Fishing News Books Ltd, UK. pp. 161-166.
Suzuki, R.1986. Intensive carp rearing in Japan. In: R. Billard & J. Marcel (eds.) Aquaculture of Cyprinids, 2-6 September 1985, Evry, France. INRA, Paris, France. pp. 327-333.
Vallod, D. 1995. Carp processing and market analysis: a case study in France. In: R. Billard & G.A.E. Gall (eds.), The Proceedings of the Second Aquaculture-sponsored Symposium held in Budapest, Hungary, 6-9 September 1993. Aquaculture, 129:476-477.
Varadi, L. 1995. Equipment for the production and processing of carp. In: R. Billard & G.A.E. Gall (eds.), The Proceedings of the Second Aquaculture-sponsored Symposium held in Budapest, Hungary, 6-9 September 1993. Aquaculture, 129: 443-466.
Varadi, L., Gorda, S., Bakos, J. & Jeney, Z. 2002. Management of Broodstock and Quality Control of Fish Seed in Hungary. Naga, World Fish Center Quarterly 25(3&4):45-47.
Wohlfarth, G.W., Moav, R. & Hulata, G. 1983. A genotype-environment interaction for growth rate in the common carp, growing in intensively manured ponds. Aquaculture 33:187-195.
Wohlfarth, G.W. 1984. Common carp. In: I.L. Mason (ed), Evolution of domesticated animals, Longman, London and N.Y, USA. pp. 375-380.
Woynarovich, E. 1979. The Feasibility of Combining Animal Husbandry with Fish Farming, with special reference to Duck and Pig Production. In: T.V.R. Pillay & Wm.A. Dill (eds.), Advances in Aquaculture, FAO technical Conference on Aquaculture, 26 May-2 June 1976, Kyoto, Japan. Fishing News Books Ltd, UK. pp. 203-208.
Woynarovich, E. & Horvath, L. 1980. The artificial propagation of warm-water finfishes - a manual for extension. FAO Fisheries Technical Paper No. 201. FAO, Rome, Italy. 183 pp.


carpe
Carpe © Gérard Houdou
Discrète et rusée, la carpe aime les eaux calmes, elle y est à l'aise pour incarner aux yeux des moralistes une certaine idée de la sagesse et de la longévité. Jusqu'à l'arrivée des silures, il y a 30 ans, elle était le plus gros poisson fréquentant nos rivières et nos étangs.

Comment reconnaître la carpe ?

Bien qu'ayant perdu ses valeurs marchande et culinaire, elle est l'objet de toutes les attentions du pêcheur moderne, le carpiste, qui voit en elle non plus une proie mais une partenaire que l'on remet à l'eau si toutefois on parvient à tromper sa légendaire prudence.

Description
Le corps des carpes est allongé mais l'aspect est globalement massif.
La peau est totalement écailleuse en ce qui concerne la forme sauvage (carpe franche), en partie recouverte de grandes écailles pour la carpe-miroir, ou entièrement dépourvue d'écailles pour la carpe-cuir. La bouche, très préhensile est entourée de 4 barbillons, 2 longs et 2 courts.
La nageoire dorsale est longue avec une arête épineuse sur sa base. Le dos est brun. Les flans sont dorés. Le ventre varie du vert au jaune jusqu'à même parfois l'orangé foncé.


Taille et poids
La carpe a longtemps été le poisson le plus lourd péché en eau douce en France. Mais depuis le silure, avec des spécimens de 100kg et plus, l'a largement dépassée.
Il y a une trentaine d'années, une carpe de plus de 38 kg a été péchée dans la rivière Yonne. Elle a été longtemps record de France et du monde avant d'être détrônée par une carpe d'une quarantaine de kilos capturée en Roumanie.
Ces carpes très lourdes ne sont pas longues (autour de 110 cm) par contre elles sont ventrues au point de parfois en être difformes.
En janvier 2008, une carpe-miroir de 40,3 kg a été péchée c'est l'actuel record du monde ! Elle a été péchée dans un lac privé de la région de Dijon par un anglais (ce dernier détail a beaucoup énervé les pêcheurs français).

Longévité
Maturité sexuelle à 4 ans. Vit entre 15 et 20 ans, et si dieu lui prête vie, jusqu'à 100 ans
carpe ecaille carpe franche
Carpe à écaille ou carpe franche
Variétés de carpe commune (cyprinus carpio)
Grâce à des siècles de sélection on a vu apparaître des avatars de la carpe commune (Cyprinus carpio) :
§ La carpe à écaille ou carpe franche ;
carpe miroir
Carpe-miroir
§ La carpe-miroir ;
carpe cuir
Carpe-cuir ©Pierre Soyez
§ La carpe-cuir ;
crape koi
Carpe Koi
§ La carpe Koi.
Elle est extrêmement prisée des amateurs asiatiques.
carassin dore carassin commun
Carassin doré et carassin commun
Au Japon Koi signifie carpe. Il en existe des dizaines de variétés qui répondent aux noms exotiques de kohaku, sanke ou bien showa.
Certaines sont noires avec des motifs rouge et blanc, d'autres peuvent avoir jusqu'à cinq couleurs différentes.
Une carpe Koi, appelée tancho, entièrement blanche avec une tache parfaitement ronde et rouge sur la tête comme le soleil levant du drapeau national nippon, peut se négocier une petite fortune.
Il existe d'autres carpes d'aquariophilie que la carpe Koi.

Ne pas confondre les carpes avec les carassins communs et les carassins dorés qui sont également des cyprinidés. Ils ressemblent à une carpe dont ils ont à peu près les mêmes habitudes. Ils ont un aspect plus ramassé et leurs écailles sont plus grandes et plus brillantes que la carpe et surtout ils n'ont pas de barbillons. Ils n'atteignent jamais plus de 500 gr pour le carassin, et 2,5 kg pour le carassin doré. Ils n'ont aucune valeur culinaire.
amour blanc
Amour blanc ©Pierre Soyez
La carpe amour
On l'appelle carpe mais ce n'est pas une carpe. Importée d'Asie en Europe au milieu du 20 ème siècle pour lutter contre la prolifération de la végétation aquatique. Elle a un régime alimentaire exclusivement herbivore à l'état adulte. Elle est particulièrement efficace pour se débarrasser des jeunes plants de jussiée.
Parmi elles, on distingue :
§ L'amour blanc: longueur 30 à 40 cm ; poids de 2 à 3 kg qui est fuselé avec de grandes écailles brillantes ;
carpe argentee
Carpe argentée
§ La carpe argentée : longueur 1 m ; poids jusqu'à 40 kg ressemble plus à la carpe commune mais elle n'a pas de barbillons. Ses écailles sont plus petites et, comme le rotengle, ses yeux sont situés dans la partie supérieure de la tête.
Les carpes amours ayant besoin d'eaux courantes entre 25 et 28°C, elles ne se reproduisent pas naturellement en France.
carpe rouge
Carpe rouge
La carpe rouge (lutjanus agennes)
On l'appelle carpe mais ce n'est pas une carpe, c'est un superbe poisson d'eau de mer. C'est un poisson carnassier à la chair délicieuse. C'est un redoutable combattant capable d'atteindre 60 kg.

Ethologie de la Carpe

carpe respire surface eau
Carpe qui tète l’air à la surface de l’eau
Alimentation
Elle mange des larves d'insectes, des petits mollusques et des débris végétaux. Les pêcheurs savent qu'elle est friande de vers de terre. Il est rarissime qu'elle fasse cas d'un poisson vivant ou d'un leurre artificiel. Elle se nourrit en maraudant et en fouillant la vase.

Activité
La carpe est active au crépuscule. C'est un poisson qui reste surtout en profondeur. Elle se manifeste au dessus de la surface à l'occasion de ses fameux sauts de carpe. Certains voient dans ces sauts des prémices aux accouplements. D'autres, constatant que ces sauts ont lieu toute l'année, y voient plutôt des tentatives de se débarrasser de parasites.
L'hiver, la carpe est complètement inactive, elle hiberne profondément enfouie dans la vase.
Si on aperçoit des carpes qui bruyamment « tètent » l'air à la surface de l'eau, c'est mauvais signe. Cette attitude montre qu'elles ne trouvent plus leur oxygène dans l'élément liquide et qu'il se produit quelque chose d'anormal. Il peut s'agir de pollution ou, c'est courant en été, d'une augmentation intempestive de la température de l'eau.
Reproduction
La reproduction des carpes a lieu, de juin à début juillet, dans des eaux peu profondes.
Une femelle peut pondre, en fonction de son poids, plusieurs centaines de milliers d'oeufs (jusqu'à 100 000 par kilo). La ponte s'effectue parmi la végétation aquatique.
Le développement des oeufs dure, en fonction de la température de l'eau, entre 3 et 8 jours.

Carte d’identité des carpes communes

Classe: Ostéichtyens.
Ordre : Cypriniformes.
Famille : Cyprinidés.
Nom : Cyprinus carpio.

ELEVAGE INTENSIF DU LOUP (Dicentrarchus labrax) ET DE LA DAURADE (Sparus aurata) EN RACEWAYS ASPECTS BIOLOGITQUES ET TECHNOLOGIQUES DU GROSSISSEMENT



ELEVAGE INTENSIF DU LOUP (Dicentrarchus labrax)
ET DE LA DAURADE (Sparus aurata) EN RACEWAYS
ASPECTS BIOLOGITQUES ET TECHNOLOGIQUES DU GROSSISSEMENT


I. GENERALITES

I.1. Eaux chaudes - Eaux froides - Généralités

Les espèces marines méditerranéennes sur lesquelles nous travaillons ont une croissance étroitement liée à la température d'élevage (loi de VAN'T HOFF) et répartie en trois classes:
- Optimale à des températures voisines de 25° C,
- Réduite à des températures inférieures à 18° C environ,
- Bloquée à des températures inférieures à 12° C environ.
En deçà de 10° C apparaissent des risques de mortalité tandis que des températures > à 30° C entraînent des problèmes pathologiques et de consommation en oxygène.
Cette forte influence du facteur température sur l'élevage conduit à distinguer deux types de fermes.
- Les fermes de grossissement en eaux réchauffées:
L'eau de mer les alimentant doit garantir le maintien d'une température du milieu d'élevage supérieure à 18° - 20° C, tout au long de l'année. On obtient ainsi une croissance optimale continue et des poissons de taille commerciale en 18 mois.
- Les fermes de grossissement en eau de mer à température naturelle:
Cette solution n'est envisageable que sur des sites où la température de l'eau ne descend pas en dessous de 14° C en hiver.
Elle se caractérise par deux interruptions hivernales de croissance par cycle d'élevage et pur l'obtention de poissons de taille commerciale en 2 à 3 ans.

I.2. Les trois phases d'élevage

I.2.1 La nurserie
Le grossissement débute avec le transfert, à partir d'écloseries, d'alevins sevrés. Ils font alors l'objet de multiples manipulations et sont installés dans une unité spécifique appelée nurserie.
Celle-ci se compose de bassins de faible volume (25 à 50 m3), caractérisés par:
- une très bonne accessibilité (amélioration du contrôle de l'élevage, réduction des charges en main d'œuvre)
- la possibilité d'un contrôle fin du milieu d'élevage
- la possibilité de prévoir des cloisonnements amovibles, ne perturbant pas l'hydraulique des bassins.
Les alevins restent dans cette unité pendant une durée de 5 mois environ, jusqu'à atteindre le stade de juvéniles d'un poids moyen de 20 – 25 g environ (Cas d'un élevage en eau à température contrôlée).
I.2.2. Premier grossissement - grossissement
A leur sortie de nurserie, les juvéniles ont une taille insuffisante pour être transférés dans des bassins de plus de 60 à 100 m3. Si tous les bassins d'élevage constitutifs d'une ferme ont un volume unitaire inférieur ou égal à 100 m3, on ne fait pas de distinction entre pré-grossissement et grossissement. Dans le cas contraire, les bassins de taille moyenne constituent l'unité de premier grossissement, ceux d'un volume compris entre 100 et 300 m3 constituant l'unité de grossissement.
Les “Juvéniles pré-grossis” ont un poids moyen voisin de 70 g, taille à laquelle ils peuvent passer, s'il y a lieu, en grossissement. Les poissons quittent la ferme à un poids optimum de commercialisation compris entre 300 et 500 grammes.

I.3. Différents types de bassins

I.3.1. Eléments de conception
Les bassins constituent une enceinte pour les poissons et leur milieu d'élevage.
a) Caractéristiques hydrauliques
Les bassins doivent toujours pouvoir être entièrement vidangés dans un bref laps temps (1/2 heure - 1 heure). Ils doivent être conçus pour favoriser la création de courants internes sans zones maintenant un milieu d'élevage homogène.
Leurs évacuations doivent être équipées de systèmes de rétention du poisson difficilement colmatables. Elles doivent également être situées au niveau des zones de concentrations des MES.
Les niveaux d'eau doivent pouvoir être ajustés et constants quel que soit le débit d'apport d'eau de renouvellement.
La profondeur utile doit être inférieure à 1,20 m pour permettre un bon contrôle des bassins.
b) Accessibilité       
La circulation périphérique autour des bassins doit permettre d'accéder facilement à tous les points importants, de réaliser dans de bonnes conditions toutes les opérations d'élevage et d'assurer une surveillance efficace.
Les parois doivent être lisses et non poreuses pour permettre une stérilisation et un nettoyage rapide.
Les parois sont généralement réalisées en panneaux rigides (béton, maçonnerie, polyester, etc…).
I.3.2. Bassins de type raceway
Ces bassins se caractérisent par un ratio longueur/largeur supérieur à 5. Avec une alimentation en amont et une évacuation en extrémité aval, cela permet de maintenir un courant longitudinal permanent rapide par le biais de l'alimentation en eau. Ces bassins exploitent très efficacement l'eau d'alimentation et se nettoient automatiquement (entrainement des MES par le courant). Ils permettent également d'atteindre des ratios “surface en eau”/“emprise au sol de la ferme” élevés. Ils sont très bien adaptés aux systèmes de bassins alimentés en série avec réoxygénation entre chaque groupe.
I.3.3 Bassins de type FOSTER-LUCAS
Ces bassins ne diffèrent des raceways que par la mise en place d'une cloison longitudinale et par des extrémités arrondies. Cette solution permet de conserver une utilisation optimale de la surface tout en ayant des courants intérieurs très rapides comme dans le cas des bassins circulaires. Ces courants sont générés par l'arrivée d'eau de renouvellement et des systèmes d'air liftés.
Ils sont auto-nettoyants et se caractérisent par un milieu d'élevage plus homogène que celui des raceways.
I.3.4. Autres types de bassins
Les bassins circulaires ou en terre sont peu répandus en grossissement pour des raisons d'exploitation:
- Complexité des opérations d'élevage
- Mauvaise utilisation de la surface disponible
Il est, par contre, très intéressant d'opérer la phase de grossissement en cages flottantes en mer ou en lagune quand du site s'y prête.

II - L'ELEVAGE

II.1. Programme d'élevage - gestion des stocks

II.1.1. Nurserie

A leur arrivée d'écloserie, les alevins de 1 à 5 g., sevrés sont trop fragiles et à un stade de croissance trop rapide pour être directement lâchés dans les structures finales de grossissement. Ils sont donc transférés dans une unité spéciale, la nurserie, pour les raisons :
a) Fréquence des manipulations
La nurserie doit permettre de réaliser rapidement et aisément des opérations de pêche et de calibrage n'occasionnant pas de stress.
Celles-ci sont, en effet, fréquemment nécessaires pour lutter contre le problème du cannibalisme. Le fort taux de croissance des alevins induit rapidement des différences de poids notables. Le bar ayant tendance à s'attaquer à des proies de taille égale ou inférieure au tiers de la sienne, de fréquents calibrages s'imposent. Ceux-ci réduisent la mortalité en maintenant une distribution de la population en lots homogènes.
La fréquence des manipulations est alors de 2 à 4 semaines.
b) Forte sensibilité à la qualité et à la régularité des paramètres physico-chimiques du milieu d'élevage.
Le principal paramètre à maîtriser est la température. Celle-ci doit être la plus stable possible (variations ≤ à 4° C par jour) et maintenue aux alentours de 25° C.
Pour cela, il est souhaitable d'avoir deux arrivées d'eau permettant d'ajuster la température de chaque bassin.
Les autres paramètres à surveiller attentivement sont la teneur en oxygène, en ammoniac, le pH et la turbidité.
Pendant leur séjour en nurserie, les alevins font l'objet d'une surveillance très attentive. IIs sont stockés à des charges optimales voisines de 10 kg/m3. La durée de cette phase est de 5 mois environ (température moyenne comprise entre 20 et 25° C°) et elle produit des juvéniles de 20 – 25 g. de poids moyen.

II.1.2. Prégrossissement - grossissement

A leur sortie de nurserie, les juvéniles sont transférés dans des bassins de taille moyenne (60 – 100 m3). Il est peu recommandé de les transférer dans des enceintes d'un volume supérieur car on constitue alors des lots d'élevage trop importants si l'on respecte les charges optimales de 12 kg/m3 environ. Cela entraine:
- des problèmes de gestion des lots (hétérogénéité)
- un accroissement des risques d'élevage (pêche, accident)
- une plus grande complexité des manipulations (stress)
Après une durée de 5 mois (en eau réchauffée) à 10 mois environ (après hivernage) on obtient des juvéniles prégrossis d'un poids moyen unitaire voisin de 70 g. qui peuvent être transférés dans les bassins de grossissement final.
Pendant cette phase, la fréquence des manipulations est réduite à 4 à 8 semaines en raison de la réduction de la vitesse de croissance et de la plus grande homogénéité des lots.
Les charges en fin de prégrossissement sont de 15 kg/3 et le poids moyen de 300 – 500 g.

II.2. Gestion de l'eau

La détermination du niveau d'alimentation en eau des bassins est fonction des principaux paramètres suivants:

II.2.1. Consommation d'oxygène dans les bassins

Compte-tenu des charges pratiquées en grossissement intensif (15 kg/3) les consommations d'oxygène dans les bassins d'élevage sont très élevées. Elles dépendent principalement:
- de l'âge des poissons. Plus ils sont jeunes, plus la consommation en oxygène par kg de poids vif est élevée
- du taux d'alimentation
- du niveau d'activité - des stress
- de la température : plus ce paramètre n’augmente, plus l'activité métabolique et donc la consommation en oxygène augmente.
L'apport en oxygène par l'eau de renouvellement doit être égal à la différence entre la consommation du bassin et l'apport par les aérateurs, qui est lui-même fonction:
- de la température et de la salinité. Ces deux facteurs sont inversement proportionnels à la teneur en oxygène d l'eau à saturation
- du débit d'apport.
Les apports en oxygène doivent être suffisants pour maintenir un taux minimum de 4 mg/l d'oxygène en sortie de bassin.

II.2.2. Le taux d'ammoniaque gazeux

Dans le cas d'installation où la plus grosse part de l'apport en oxygène est assurée par des systèmes d'aération, le facteur déterminant le niveau minimal de renouvellement en eau peut être le taux d'ammoniac gazeux. Ce taux est lui-même fonction:
- du niveau d'activité métabolique du cheptel. Plus celui-ci est intense (stress, période d'alimentation) plus la production d'ammoniac est élevée.
- de la charge des bassins - du taux d'alimentation
- d'autres paramètres physico-chimiques :
Les rejets ammoniacaux sont présents dans le milieu d'élevage sous trois formes:
- Produits azotés solides,
- Ammoniaque sous forme ionisée (ions NH4+) ion ammonium
- Fraction non ionisée de l'ammoniaque (NH3) : gaz dissous
Seule la troisième forme est fortement toxique pour les poissons. Le seuil de toxicité couramment admis est de 0,01 mg d'ammoniac gazeux par litre d'eau. Ce seuil est toutefois variable selon l'âge des poissons (proportionnel) ou la température et le niveau de stress (inversement proportionnel).
L'ammoniaque dans le milieu d'élevage a tendance à évoluer de la première forme vers les deux secondes (solubilisation) et la proportion entre les deux s'équilibre à un niveau variable par la transformation suivante:
Forme ionisée
Forme gazeuse

La tendance de cet équilibre varie suivant la température et le pH 


II.2.3. Autres paramètres physico-chimiques

II.2.3.1. La température : LTechnique d'élevage en eau réchauffée :
Nous avons pu voir (cf I. 1) que la température est un paramètre essentiel pour la gestion et la compétitivité d'un élevage. Dans le cas d'élevage à température contrôlée, un débit minimum d'apport doit être maintenu de manière à compenser les déperditions thermiques au niveau des bassins.
L'eau d'élevage alimentant les fermes peut être réchauffée par:
a.    Des réseaux thermiques industriels : Dans cette option, la plus répandue, l'eau provient plus ou moins directement de circuits de refroidissement de complexes industriels (pétrochimie, centrales électriques).
Cette solution, généralement complexe, entraine des investissements assez lourds. La complexité est due à l'irrégularité quantitative et qualitative (température, caractéristiques physico-chimiques) des eaux à employer. Celles-ci peuvent être utilisées soit directement, soit après mélange avec de l'eau de mer “naturelle”, soit après traitement, ou comme fluide chaud dans des échangeurs de chaleur si ces caractéristiques physico-chimiques sont impropres à une utilisation en élevage.
b.    Des forages géothermiques: Cette solution, limitée à des aires géographiques bien précises (présence de nappes souterraines) est intéressante car elle permet des économies d'énergie (écloseries) ou des implantations d'élevages dans des zones à priori mal adaptées.
L'eau de forge est obtenue soit par cartésianisme, soit par pompage. Elle est utilisée comme fluide caloriporteur dans des échangeurs de chaleur.
Cette solution entraine généralement une hausse de l'investissement liée:
- au coût du forage qui peut entrainer des surcoûts fonciers ou des surcoûts d'aménagement
- au choix restreint du site d'élevage
- à la complexité accrue des réseaux, hydrauliques (circuits doubles ou triples, nécessité de prévoir, des recyclages, des stations de pompage, etc…).
- à la nécessité de couvrir les installations d'élevage pour limiter les déperditions de chaleur dans les régions à climat rigoureux - vérifier la pérennité des apports.
II.2.3.2. La teneur en matières en suspension
Une trop forte teneur en MES est préjudiciable car elle peut entraîner des problèmes d'asphyxie (colmatage des branchies) et d'alimentation.
II.2.3.3. Le pH
Ce paramètre est très important car il conditionne l'équilibre ammoniac toxique - ammoniac non toxique. Il est souhaitable de maintenir le pH à un niveau supérieur à 7.5 et inférieur à 8.5.
Dans les bassins d'élevage, le pH varie inversement à la charge des bassins.
En cas de dérive trop importante du pH, une correction s'impose par augmentation des taux de renouvellement.

II.2.4. Aspects hydrauliques

Les taux de renouvellement des bassins sont calculés en fonction de la charge des bassins et du paramètre physico-chimique limitant (NH4 - O2 teneur en MES).
Pour définir les dimensionnements des ouvrages hydrauliques, il est nécessaire de tenir compte:
- des taux de renouvellements horaires moyens et en pointe (besoins maximum)
- des durées minimum de remplissage et de vidange des bassins
- du coefficient de pondération de besoins de l'ensemble des bassins.
Enfin, la conception des réseaux hydrauliques des fermes d'élevage doit, pour permettre de pratiquer une gestion rationnelle de l'eau, prendre en compte:
- des possibilités de variations partielles des débits de renouvellements
- une isolation la plus complète possible entre les réseaux des différentes unités d'élevage, afin de limiter les risques de contamination et d'adapter les qualités de l'eau à chaque phase d'élevage.

II.2.5. Valeurs usuelles

La valeur moyenne des taux de renouvellement pratiqués en élevage de grossissement intensif est de
- 1 à 5 renouvellements par heure,
- vidange d'un bassin en 15 à 30 minutes
- remplissage d'un bassin en 30 minutes.

II.3. Alimentation

L'alimentation est le poste le plus important de l'exploitation d'une unité de grossissement :

II.3.1 Généralités

Les principaux points à prendre en compte pour la gestion de l'alimentation d'un élevage sont les suivants:
II.3.1.1. Le calcul des rations
Les rations alimentaires distribuées quotidiennement doivent être calculées très précisément, pour chaque lot, pour assurer une croissance optimale, suivant les plans de gestion de l'élevage.
Les calculs sont effectués en prenant en compte:
- la taille des poissons
- le type d'aliment
- la température de l'eau
- les observations et le suivi de l'élevage
En grossissement de bars ou de daurades, la ration quotidienne varie généralement entre 1 et 3 % de la biomasse totale.
L’optimisation de la distribution de cette ration quotidienne conduit à prévoir 4 à 5 repas dans la journée, répartis du lever au coucher du soleil. La distribution des repas représente l'un des principaux postes d'affectation de la main d'œuvre. Il est donc souhaitable, en dépit des investissements que cela demande, d'automatiser ces distributions.
II.3.1.2. L'équilibre des formulations - L'appétence
Une attention toute particulière doit être portée â la formulation des aliments, ainsi qu'à leur stockage, afin que ceux-ci soient parfaitement équilibrés.
Un déséquilibre alimentaire, même léger, peut avoir de lourdes conséquences provoquant une dégradation de l'état sanitaire général du cheptel et une élévation du coefficient de transformation de l'aliment.
Parallèlement, il faut veiller à l'appétence de l'aliment, principalement dans le cas d'une alimentation sèche. Un aliment peu appètent induit une chu7te de la consommation, des pertes et une transformation élevé.

II.3.2. Alimentation sèche ou humide

II.3.2.1. L'alimentation sèche
C'est à l'heure actuelle, la formule la plus répandue en France pour le grossissement de bars et de daurades.
Elle correspond à une distribution régulière de granulés secs fournis par des fabricants d'aliment.
Cette solution, la plus simple et la plus aisément mécanisable présente deux inconvénients majeurs:
- un coût relativement élevé (coefficient de transformation moyen, prix du kg d'aliment élevé)
- une adaptation encore moyenne de l'aliment distribué aux besoins du poisson (problèmes d'appétence, de carences, d'échanges osmotiques).
Elle présente néanmoins l'avantage de diminuer les coûts de stockage et les coûts de main d'œuvre pour les opérateurs de distribution.
II.3.2.2. L'alimentation humide
L'alimentation humide est encore très peu répandue et mal maîtrisée en matière d'élevage de bars et de daurades.
Elle est cependant intéressante car elle peut remédier aux inconvénients cités pour l'alimentation sèche.
Les granulés d'aliment humide sont fabriqués à la ferme, à partir de déchets de poisson broyé et de farines type “premix” fournies par les fabricants d'aliment.
Son développement se heurte:
- à des problèmes d'ordre technologique pour la mécanisation de la fabrication et de la distribution de l'aliment (en cours d'amélioration).
- à la définit on des formulations en fonction des composants disponibles et de leur composition biochimique.
- à des investissements plus élevés.

III. LA FERME D'ELEVAGE DE GRAVELINES

III.1. Introduction

La ferme d'élevage de Gravelines, est la première unité industrielle d'aquaculture marine implantée en France, et la première unité du Centre Aquacole de Gravelines. Diverses opérations de grossissement se sont déjà développées ces dernières années sur les côtes méditerranéennes et se sont confrontées à bon nombre de difficultés dont l'une des principaux est d'ordre économique. La durée importante du cycle d'élevage qui, pour le bar élevé dans des conditions naturelles est de 30 mois, atténue sérieusement la rentabilité des exploitations.
La valorisation des effluents thermiques est la raison essentielle de l'aménagement de cette ferme sur ce site à proximité immédiate de la centrale et SEPIA INTERNATIONA a été retenue à l'issue du concours international organisé en 1982 par le SERAG (Syndicat pour l'Etude d'un Réseau Aquacole à Gravelines) pour assurer la conception aquacole de cette ferme.
L'objectif essentiel de cette réalisation était de démontrer, d'une part, la fiabilité en vraie grandeur, des techniques d'élevage, et d'autre part, la rentabilité de ces élevages de poissons marins.

III.2. Conception de la ferme

Le passage dans les circuits de refroidissement de la centrale élève d'environ 13° C la température de l'eau de mer qui évolue donc au cours de l'année de 15° C à 29°/30° C.
Pour conserver ces températures au milieu d'élevage, même lorsque les températures sont sensiblement plus basses, nous avons choisi de couvrir l'ensemble de la ferme (3 000 m2) par des serres de type agricole. Cette couverture limite l'évaporation liée au vent, le refroidissement lié aux différences de température à l'interface eau/air, la chute de température liée aux chutes de neige, ou même l'abaissement de salinité lors de pluies importantes.
La ferme a, de plus, été conçue pour limiter les agressions extérieures (pollution dans l'avant-port de Dunkerque, dragages, chloration dans les circuits de refroidissement de la centrale). Un circuit de recyclage permet d'isoler la ferme de l'extérieur pendant 8 jours environ dans des conditions d'élevage de “protection”.
Ce circuit comprend:
Pour la nurserie:
- Un circuit d'évacuation spécial
- Une unité de décantation
- une bâche de pompage et une station de relevage
- Une unité d'épuration (biofiltration des eaux usées)
Pour le grossissement
Le système est plus simple puisqu'il ne comprend pas d'unité d'épuration proprement dite.
La température du milieu d'élevage peut être optimisée par mélange entre une arrivée d'eau réchauffée (débit 450 1/s et une arrivée d'eau de mer à température naturelle. Nous pouvons ainsi maintenir en hiver, les températures les plus élevées possible (uniquement eau réchauffée) alors que l'été, nous plafonnons la température du milieu d'élevage à 25° - 26°, qui nous semble être un optimum pour le bar et la daurade.
Le complexe de gestion de l'eau, nous permet cette manipulation. A noter la possibilité d'avoir deux circuits indépendants à températures différentes;
- I'un pour la nurserie,
- l'autre pour l'unité de grossissement.
Les bassins de nurserie et de grossissement ont été conçus en tenant compte des principaux points suivants:
- facilités d'exploitation (réglage des débits - observation - alimentation des poissons - vidange)
- auto-nettoyage
L'évacuation est placée en fond de bassin, près d'une extrémité et est régulée sur le plan des niveaux par une surverse extérieure au bassin. Les eaux évacuées sont dirigées vers un canal d'évacuation en régime normal ou un canal de chasse lorsque le bassin est en nettoyage.

III.3. Description de la ferme pilote

III.3.1. Les circuits d'eau

La ferme possède 3 types d'alimentation en eau:
- eau réchauffée
- eau de mer “naturelle”
- eau recyclée
La proportion du mélange de ces différentes sources d'eau est choisie au niveau du complexe de gestion des eaux, de manière à assurer aux poissons les meilleures conditions d'élevage, tant pour la température que pour les autres paramètres physico-chimiques.
Les trop-plein d'arrivée d'eau sont évacués par les déversoirs
Eau de mer réchauffée
Cette eau est pompée en aval de 3 “tranches” de la centrale EDF à un débit maximal de 400 1/sec. Sa température varie de 15 à 32°c.
Cette eau de mer ré chauffée est utilisée en totalité dès que sa température est supérieure à 25°, En été, elle est mélangée avec l'eau de mer froide
Eau de mer froide
Cette eau est pompée en amont de la centrale EDF dans le canal d'amenée de l'eau de mer qui débouche dans l'avant-port de Dunkerque. Elle permet de diminuer la température de l'eau d'élevage pendant la période estivale.
Eau de mer recyclée
Ce recyclage permet de récupérer l'eau ayant déjà circulé dans l'élevage, de la rendre à nouveau compatible par des traitements successifs (décantation, écumage, reprise, biofiltration) avec l'élevage des poissons et de la redistribuer sur l'ensemble des bassins. Ce procédé permit, non seulement une isolation totale de l'exploitation vis-à-vis du milieu extérieur (arrêt de la centrale, pollution diverses), mais il peut assurer un débit global plus important dans les bassins en cas de besoin (surcharge momentanée de l'exploitation).
La qualité de l'eau est vérifiée quotidiennement par des mesures physico-chimiques et le débit assure dans chaque bassin est optimisé en fonction de la charge en poissons de ce dernier.

III.3.2. Les unités d'élevage

Elles sont au nombre de deux : la nurserie et le grossissement.
La nurserie:
Elle comporte 11 bassins d'environ 35 m3, de type FOSTER-LUCAS. Chaque bassin peut être alimenté en eau par deux circuits au choix (débit réglable de 5 à 30 1/sec. par un module à masques :
- le circuit nurserie
- le circuit grossissement
Un aérateur basse pression, type air lift, permit de renforcer la vitesse du courant et d'augmenter l'apport d'oxygène dissous au milieu d'élevage. Une évacuation de fond, équipée d'un système anti-vortex permet d'éliminer les déchets (fèces - aliments non consommés) déposés sur le fond du bassin.
Des distributeurs automatiques d'aliment complètent l'équipement des bassins.
L'unité de grossissement
Elle comprend deux séries de 14 bassins accolés, d'un volume unitaire d'environ 65 m3. Ces bassins sont identiques, à la dimension près, aux bassins de la nurserie.
L'ensemble des unités d'élevage est alimenté en eau par des canaux en béton armé qui placés transversalement à l'axe des bassins et reposent sur les parois latérales de ces derniers.
Une série de passerelles fixées au-dessus des parois des différents bassins permet l'exploitation courante (alimentation, observation, réglage de débit, traitements…)

III.3.3. Les équipements annexes

La ferme comprend, outre les installations d'élevage, les installations suivantes:
- Un atelier de fabrication d'aliment humide avec une chambre froide
- Un local technique qui est divisé en deux parties :
·   Une chaufferie
·   Un local abritant le TGBT
- Un groupe électrogène de secours                                                       
- Les composants (décanteurs - station de relevage - biofiltres) des circuits de recyclage.

III.4. L'exploitation de la ferme - premiers résultats

III.4.1. Caractéristiques générales

Les caractéristiques générales de cet élevage sont les suivantes:
- La production annuelle en phase de pleine exploitation sera de 65 à 70 t. (environ 35 t. en 1985).
- Le personnel de production comprend 4 personnes : 2 techniciens et 2 ouvriers dont un marin pêcheur.
- Le nombre d'alevins mis en élevage chaque année est d'environ 300 000 répartis entre bars et daurades
- La surface globale des bassins est d'environ 2 200m2 pour une surface totale de 3 200 m2 (Ratios de 69%).
- Le débit d'eau chaude est de 1600m3heure, le débit d'eau froide de 800m3/h

III.4.2. Premiers résultats

La gestion de cette ferme a été confiée à la coopérative maritime AQUANORD qui regroupe des élus, des professionnels de la pêche, de la commercialisation des produits de la mer, de l'aquaculture.
Après un premier test effectué sur des installations provisoires en 1983 et qui avait pour objectif d'apprécier certaines caractéristiques du site, la première production débute en juin 1984 avec l'introduction de 200 000 alevins :
- 170 000 alevins de bars
- 20 000 alevins de daurades
- 10 000 alevins de soles (essai)
Les croissances observées sont dans l'ensemble comparables aux prévisions initiales. Les taux de survie sont cependant sensiblement plus faibles, ce qui est relativement normal, compte-tenu du fait que l'exploitation a débuté alors que les travaux étaient en cours d'achèvement.
Après un an de travail, les premières ventes ont déjà eu lieu, confirmant d'un côté la validité des hypothèses technique et de l'autre, la forte demande du marché et les prix de ventes élevés.
La qualité du poisson a été unanimement appréciée par la vingtaine de professionnels français et étrangers qui ont été livrés depuis le début des ventes. Depuis ces premiers tests, les demandes sont croissantes et nettement supérieures à nos possibilités de production (5 à 6 t. par semaine).

III.5. Perspective d'avenir

Cette ferme-pilote est le premier élément du site aquacole de Gravelines, l'élément test. Déjà dans les mois qui viennent une écloserie sera aménagée, qui donnera au site une autonomie et une possibilité rapide d'expansion.
Cette “zone aquacole” créée comme une zone d'aménagement traditionnelle regroupera à terme :
- environ 22 fermes de production (22 “parcelles”)
- des réseaux commus :
·        Alimentation - eau réchauffée
  - eau froide
·        Evacuation
·        VRD
- Des unités de “services annexes” :
·        Ecloseries
·        Coopératives de service (aliment, ventes…)
·        Unité de recherche, de formation
·        Unité vétérinaire
Cette réalisation, si elle se confirme, permettra à la France de passer du stade expérimental ou artisanal qui est le sien aujourd'hui en matière d'aquaculture de poissons marins au stade de production, Gravelines permettant à terme d'atteindre des tonnages supérieurs à 1 200 t./an